Remoção de corante por uso de Aspergillus niger AN400 em reator em bateladas sequenciais

Dye removal by use of Aspergillus niger AN 400 in a sequential batch reactor

Aspergillus niger; sequential batch; congo red

ARTIGO

Remoção de corante por uso de Aspergillus niger AN400 em reator em bateladas sequenciais

Dye removal by use of Aspergillus niger AN 400 in a sequential batch reactor

Kelly Rodrigues^I,*; Karla Mayara Lima da Silva^I; Glória Maria Marinho Silva^I; Paulo Cesar Cunha Lima^I; Carlos Ronald Pessoa Wanderley^II; Germana Marinho Silva^II

^IInstituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia do Ceará, Campus Fortaleza, Av. Treze de Maio, 2081, 60040-531 Fortaleza - CE, Brasil

^IIInstituto Federal de Educação Ciência e Tecnologia do Ceará, Campus Maracanaú, Av. do Contorno Norte, 61936-000 Maracanaú - CE, Brasil

ABSTRACT

A sequential batch reactor (4 L) inoculated with Aspergillus niger was operated in order to remove congo red dye (10 mg L^-1). The feeding of the reactor was done to each 7 days. The glucose was added in the concentration of 1 g.L^-1 (Stage I) and 0.5 g L^-1 (Stage II). The Stage III occurred without glucose addition. The Stage I was great to process, because the system reached the greater dye removal (95%) as well as the kinetic parameters ware the best - K_M (0.7 g L^-1) and k₁ (0.025 h^-1).

Keywords:Aspergillus niger; sequential batch; congo red.

INTRODUÇÃO

Os corantes sintéticos do tipo azo (- N=N -) representam cerca de 70% do mercado mundial de corantes, sendo estimada a perda em cerca de 10 a 20% de sua massa, principalmente nas etapas secundárias de beneficiamento têxtil,^1,2 o que resulta em preocupação ambiental quando do descarte inadequado dos efluentes têxteis, pois estes corantes possuem como característica a persistência no meio ambiente.³

A presença de corantes têxteis em corpos hídricos receptores predispõe à toxicidade a vida aquática e diminui a transparência de água, afetando o processo de fotossíntese e a concentração de oxigênio dissolvido que é essencial à biota.^3,4

Vários processos físico-químicos têm sido utilizados visando o tratamento destes despejos - coagulação, seguida de flotação ou sedimentação, adsorção em carvão ativado,⁵ processos oxidativos avançados,^6,7 sistemas eletroquímicos,⁸ entre outros. Porém, esses processos apresentam custo elevado e baixa eficiência para remoção de cor e matéria orgânica dissolvida, além de não serem destrutivos, o que faz com que a disposição da fase sólida se constitua em outro aspecto negativo do tratamento físico-químico.^7-9

Em relação aos processos biológicos, os sistemas anaeróbios e aeróbios - fundamentados na ação de bactérias - podem alcançar bons níveis de eficiência quando utilizados em conjunto, mas, separadamente, não apresentam percentuais de remoção satisfatórios.^10,11 Em ambiente anaeróbio, a partir da clivagem da molécula do corante, são formadas aminas aromáticas cancerígenas, que são ainda mais difíceis de serem degradadas, exigindo o pós-tratamento do efluente em unidades aeróbias,^12,13 como, por exemplo, o sistema de lodos ativados, que é muito empregado para o pós-tratamento desses efluentes. Mas esse sistema, apesar dos bons resultados em relação à remoção de cor, apresenta produção de lodos elevada e é susceptível a choques de carga orgânica.^14,15

Apesar de recente, em comparação com outros sistemas biológicos, a utilização de fungos na biorremediação de poluentes tem sido relatada na literatura especializada devido ao potencial enzimático desses micro-organismos.¹⁶

As espécies de Aspergillus são conhecidas por sua capacidade de utilizar de corantes como substrato, transformando-os em compostos não tóxicos ou de baixa toxicidade,^17,l8 o que ocorre pela produção de enzimas extracelulares, as quais tornam o organopoluente acessível para assimilação.¹⁶ A espécie Aspergillus niger, em função das condições do meio, é capaz de produzir mais de 19 enzimas diferentes, tais como celulases, peroxidases, lactases, lacases e amilases.^19,20

O uso de reatores com fungos para o tratamento de despejos industriais pode vir a ser uma tecnologia econômica e eficiente. Entretanto, um dos maiores problemas para a sua viabilidade é a falta de consenso sobre as condições operacionais ótimas, em busca da completa mineralização do poluente, o que pode variar em função do substrato e da espécie utilizada.¹⁹

Desta forma, há a necessidade de se estudar a otimização do processo de degradação de corantes por Aspergillus niger, bem como por outras espécies de fungos, geneticamente modificadas ou não, haja vista o potencial reconhecido destes micro-organismos na biorremediação de corantes têxteis e de muitos outros compostos.

Durante a operação de reatores com fungos são observados alguns problemas como crescimento excessivo da biomassa, limitação difusional e perda da eficiência do tratamento de efluentes de complexidade elevada.²¹

Sobre esse aspecto, exige-se que todas as variáveis envolvidas no processo de micorremediação sejam investigadas, a fim de que os reatores com inóculo fúngico, quando da operação em macroescala, venham a ser viáveis e possam ser estabelecidos competitivamente no processamento eficiente dos grandes volumes dos despejos gerados.

Podem-se citar como alvo de estudo desse processo: o tempo reacional e o tempo de detenção hidráulica, respectivamente, para reatores em batelada e os de escoamento contínuo; o uso de espécies geneticamente modificadas visando o maior rendimento do processo; a influência do tipo da concentração de cossubstrato sobre a velocidade da degradação do poluente e a eficiência global e o nível de mineralização do poluente, entre outras.^16,21,22

Dentro deste contexto, a adição de cossubstrato é de grande importância, pois pode contribuir para maiores eficiências de remoção dos corante e de seus intermediários, devido à formação de compostos altamente reativos pela adição de glicose, os quais podem melhorar a assimilação dos poluentes pelos fungos e diminuir a toxicidade do meio.²²

Assim, considerando o uso de um reator em bateladas sequenciais, inoculado com biomassa imobilizada de Aspergillus niger AN400, de linhagem fúngica geneticamente modificada, não produtora de antígenos, e com capacidade para produção de ácidos orgânicos a partir de substratos variados, o presente trabalho teve por objetivo avaliar o tratamento de meio sintético contendo corante vermelho do congo.

PARTE EXPERIMENTAL

Inóculo

A linhagem Aspergillus niger AN400 foi desenvolvida no Departamento de Genoma de Fungos da Universidade de Wageningen, na Holanda. De saída, encontrava-se na forma de esporos, armazenada em tubo de ensaio (10 mL), mantido a ± 4 ºC, depois submetida a um descongelado à temperatura ambiente para produção de maior quantidade de suspensão de esporos.

O cultivo dos fungos foi feito em 8 placas de Petri que foram preenchidas com 20 mL de meio cultura Saboraud Dextrose e, após solidificação do meio, uma alça estéril de platina foi imersa no frasco que continha a solução de esporos original e a amostra retirada foi repicada no centro das placas. Todos os procedimentos de cultivo e repicagem ocorreram na proximidade de bico de Bunsen.

Em seguida, as placas foram incubadas em estufa bacteriológica a uma temperatura de ± 30 ºC, onde permaneceram durante 5 dias para crescimento dos esporos. Após esse período, os esporos foram removidos das placas com auxílio de alça de Drigalsky e de solução Tween 80 e transferidos para recipiente de armazenamento.

A contagem do número de esporos presentes na suspensão foi realizada em microscópio óptico, aumento de 400 vezes, com ajuda de câmara de Neubauer.

Meio basal

O meio foi preparado com água da torneira, acrescida de (mg L^-1): (NH₄)₂SO₄ (500), NaNO₃ (250), K₂HPO₄ (200), MgSO₄.7H₂O (250) e CaCl₂.2H₂O (10), CuSO₄. 7H₂O (80), H₂MoO₄ (50), MnSO₄. 5H₂O (50), Fe₂(SO₄)₃ (50), ZnSO₄ (40).

Reator em bateladas sequenciais com biomassa imobilizada (RBBI)

Imobilização da biomassa

A espécie mutante Aspergillus niger AN400 foi imobilizada em espuma de poliuretano cortada em cubos de 1 cm de aresta, previamente esterilizada a ± 121 ºC por 20 min.

Para o procedimento de imobilização, frascos (erlenmayer) de 250 mL receberam adição de 150 mL de meio basal descrito anteriormente, 5 g L^-1 de glicose e de inóculo, na concentração de 2 x 10⁶ esporos mL^-1.

Os erlenmayers foram mantidos em mesa agitadora horizontal, sob agitação orbital de 150 rpm e temperatura de ± 28 ºC, durante 72 h. Ao completar 24 h, o meio antigo foi substituído por um novo de mesma composição, permanecendo nesta condição por mais 72 h. Ao fim desse tempo, as espumas que continham a biomassa fúngica aderida à sua superfície foram lavadas com água destilada e transferidas para o reator em batelada para o início da operação do mesmo.

Montagem e operação do reator

O reator de batelada sequencial era de vidro e possuía volume total de 5 L. Sua alimentação foi feita com o meio basal, contendo 10 mg L^-1 do corante vermelho do congo, além de glicose cuja concentração variou em função da etapa operacional (Etapas I, II e III), conforme apresentado na Tabela 1.

Cada etapa era compreendida de três ciclos operacionais e em cada um dos ciclos o reator foi alimentado com 4 L do meio, com retirada de alíquota a cada 24 h para monitoramento, sendo o tempo reacional total de 7 dias.

O volume amostral retirado para a realização das análises foi de apenas 10% do volume útil do reator por ciclo estudado. O ar foi fornecido por minicompressor e difundido no meio por pedra porosa. O reator foi coberto com sacos pretos de polietileno, a fim de evitar a possibilidade de ocorrer fotodegradação pela ação da luz ambiente.

Foram realizadas as análises de corante, de matéria orgânica dissolvida - em termos de DQO - e pH, segundo os procedimentos descritos em APHA,²³ exceto a de corante.

A determinação da concentração de corante ocorreu por método espectrofotométrico. Estabeleceu-se a relação entre a absorbância e o equivalente em termos de concentração de corante e construiu-se a curva de calibração.

Para a curva de calibração foram utilizadas soluções de concentrações conhecidas de vermelho do congo, variando de 0 (branco) a 15 mg L^-1, sendo que, antes da leitura em comprimento de onda (l) de 500 nm, as amostras foram centrifugadas a 3500 rpm, durante 15 min.

A partir dos dados de absorbância versus concentração de corante adicionado, foi obtida a equação que estabeleceu a relação entre concentração de corante equivalente e absorbância.

Análises microscópicas

Foram retiradas amostras do biofilme para realização de exames microscópicos, no final da operação do reator.

O biofilme aderido à manta suporte foi removido com ajuda de pérolas de vidro e água destilada esterilizada a 121 ºC a 1 atm. Posteriormente, foram feitas diluições de 10^-1, 10^-2 e 10^-3 e, em seguida, foi retirado 1 mL de cada diluição para adição em placas de Petri que continham 20 mL de meio Saboraud, sendo ao todo 9 placas - 3 placas para cada diluição - que foram mantidas em estufa a ± 30 ºC por 7 dias, para verificação das colônias.

Amostras das placas que receberam as diluições foram fixadas em lâminas com ágar, realizando-se, em seguida, a microscopia em microscópio óptico Acrom L1000, com aumento de até 1600 vezes a fim de identificar com base nas estruturas morfológicas os micro-organismos presentes no reator.

Contagem dos micro-organismos em placas

A contagem e o plaqueamento de micro-organismos foram feitos com procedimento de diluição em série, com uso do meio seletivo de Martin para fungos, o qual foi preparado com 1000 mL de água destilada e os seguintes constituintes (g L^-1): K₂HPO₄ (1); peptona (5); KH₂PO₄(5); MgSO₄.7H₂O (0,5); dextrose (10); extrato de levedura (0,5); rosa bengala (0,033) e ágar (18). O antibiótico estreptomicina (3µg mL^-1) foi adicionado ao meio para evitar contaminação por bactérias.

Foram retiradas amostras de 10 mL do conteúdo líquido do reator em operação no último ciclo operacional da Etapa II, misturando-se as mesmas a 90 mL de solução salina (0,89%) em tubo de ensaio de 20 mL, que foi submetido à agitação em vórtex, durante 10 min.

Em seguida, alíquotas de 1 mL foram transferidas para um novo tubo de ensaio, contendo 9 mL da solução salina e, após agitação manual, procedeu-se assim sucessivamente de forma a se obterem concentrações de 10^-2, 10^-3 e 10^-4. Alíquotas de 0,1 mL foram retiradas de cada uma destas diluições e adicionadas às placas contendo o meio Martin, de que foram obtidas concentrações de respectivamente de 10^-3, 10^-4 e 10^-5.

Para promover o espalhamento das colônias na superfície das placas, foi utilizada alça de Drigalski. Posteriormente, as placas foram vedadas e incubadas à temperatura de 28 ºC durante 5 dias para permitir o crescimento das colônias fúngicas.

A contagem foi realizada pela identificação visual de pontos de colônias de fungos, formados nas placas, após o período de incubação. O número de colônias foi multiplicado pelas diluições correspondentes à cada placa.

Ensaio de adsorção no micélio morto

Para o ensaio de adsorção do corante vermelho do congo, utilizou-se 0,9 g de biomassa morta de Aspergillus niger AN400.

Primeiramente, foi realizado o ensaio com biomassa morta, que foi produzida a partir do cultivo de biomassa com adição de 2 x 10⁶ esporos/mL e de 5 g L^-1 de glicose em três erlenmeyer de 250 mL, contendo cada um 200 mL do meio basal, descrito anteriormente, tendo sido o mesmo previamente esterilizado a 121 ºC, durante 20 min. Todo procedimento foi realizado em uma câmara de fluxo laminar.

Os erlenmeyers foram postos sob agitação em uma incubadora de bancada para crescimento da espécie fúngica a 125 rpm e temperatura de 29,6 ºC, durante 7 dias, para crescimento da espécie.

Após esse período, a massa fúngica produzida foi morta por autoclavagem a 121 ºC, durante 30 min. A biomassa foi então lavada e ainda filtrada em sistema de filtração a vácuo, para retirada de umidade, permanecendo em estufa, a ± 55 ºC, até obtenção do peso seco.

Para o ensaio de adsorção a biomassa morta de Aspergillus niger NA 400 foi introduzida em erlenmayer de 250 mL, com volume reacional de 200 mL e 0,4 g L^-1 de vermelho do congo. O monitoramento da concentração do corante adsorvido na biomassa morta foi realizado com base na medida da sua concentração no meio, com leituras em intervalos de 30 min, até se atingir a saturação da mesma e se obter a massa total de corante, bem como a capacidade de adsorção do micélio.

Ensaio de adsorção no material suporte

Foram utilizados 5 g de cubos de espuma de poliuretano previamente secos em estufa a ± 55 ºC. Os cubos foram adicionados em erlenmayer de 250 mL, que receberam 200 mL do meio basal acrescido de 0,4 g L^-1 de vermelho do congo.

A capacidade máxima de adsorção do corante na espuma de poliuretano empregada como material suporte foi feita de modo similar ao ensaio de adsorção com o micélio morto.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Na Tabela 2 são apresentadas as características do meio utilizado para alimentação do reator em bateladas sequenciais, nas Etapas I, II e II.

A concentração média inicial de corante no meio foi de 10 ± 3 mg L^-1 e os valores iniciais de pH foram característicos de meio ácido, de 5,6; 3,7 e 4,3, respectivamente, nas Etapas I, II e III. Estes valores são benéficos aos fungos, que possuem grande capacidade metabólica em meios ácidos.²⁴ Além disso, o pH baixo se constituiu em um fator minimizador da atividade de eventuais bactérias contaminantes.¹⁶

Em relação às etapas estudadas, verificou-se que os melhores resultados foram alcançados com a adição de 1 g L^-1 de glicose (Etapa I), quando foi registrada eficiência média de remoção de corante de 95%, sendo que o percentual máximo de remoção foi obtido ainda no primeiro ciclo (96%), no tempo reacional de 168 h.

Nas Etapas II e III, os percentuais de remoção do corante foram, respectivamente, de 90 e 89%, indicando que a adição de glicose, na concentração de 0,5 g L^-1, não apresentou resultados muito diferentes da situação em que a mesma não foi adicionada no meio, o que foi endossado pelo coeficiente de velocidade (k) - considerando a reação de primeira ordem, de acordo com a Equação 1 -, de 0,01 h^-1, em ambas as etapas.

sendo C a concentração do corante no tempo t; Co a concentração inicial do corante; k₁, constante de velocidade e Δt, a variação entre o tempo inicial e final.

Em contrapartida, o coeficiente de velocidade (k₁), registrado na Etapa I foi de 0,025 h^-1. Este valor foi cerca de 2,5 vezes superior ao encontrado nas Etapas II e III, mostrando que a concentração de 1 g L^-1 de glicose proporcionou maior eficiência para o processo.

Na Tabela 3 são mostrados os valores médios para a constante de velocidade (k₁) e para o coeficiente R², obtidos nas etapas de estudo, em relação ao consumo de vermelho do congo e de matéria orgânica.

Há relatos do aumento da eficiência para a remoção de cor pela adição da glicose em meios contendo os mais diversos corantes.^22,25-27 Porém, a maioria dos fungos, na ausência de cossubstrato, como a glicose, não consegue utilizar corantes têxteis em seu metabolismo, necessitando da presença de fonte de carbono de fácil assimilação.^22,28

A glicose é o substrato de mais fácil assimilação, sendo exaurida muito rapidamente do meio. Frequentemente, em 2 dias, nos reatores de baletada operados a uma concentração inicial de 5 g L^-1,¹⁶ favorecendo o crescimento dos fungos e a produção de enzimas extracelulares.²²

Entretanto, a concentração ótima do cossubstrato a ser empregada depende da espécie fúngica, da estrutura molecular do corante, do regime de operação do reator e da idade do biofilme, entre outros fatores. Seu excesso no meio, porém, pode acarretar a repressão do sistema enzimático e da utilização do substrato.²²

Ali et al.²⁹ verificaram que a partir de 10 g L^-1 de glicose, o efeito indutor desta foi revertido, de modo que Aspergillus niger não conseguiu eficiente remoção da cor de meio que continha 20 mg L^-1 do corante diazo vermelho ácido 151, obtendo remoção de apenas 33,2%, em tempo reacional de 8 dias. Por outro lado, ao se adicionar 5 g L^-1 de glicose, os autores obtiveram aumento da eficiência para 77%, mostrando a importância da concentração do cossubstrato para a eficiência do sistema, uma vez que o mesmo se constitui em um indutor enzimático.²²

Nesta pesquisa, a adição de 1 g L^-1 de glicose não foi suficiente para prover a utilização efetiva do benzeno, embora tenha contribuído para a ruptura dos grupos cromóforo da ligação azo (λ: 500 nm ) e do naftaleno (λ: 310 nm) - não detectados no efluente -, tendo-se obtido diminuição pequena, 30% do valor relativo à sua absorbância no comprimento de onda (λ) de 233 nm.

Os fungos atuam sobre o corante a partir da ação de enzimas como peroxidases e fenoloxidases por eles produzidas, as quais contribuem para a clivagem assimétrica da ligação azo, formando quinonas e derivados do diazeno, além de ocorrer liberação de nitrogênio.²⁸ É relatada a produção de metabólitos diversos na biodegradação de corantes azo, inclusive, muitos destes ainda não foram identificados, mas observada a produção de ácido hidroxibenzoico, álcool m-benzyl, acetanilida, entre outros.²²

A desestabilização do benzeno, por sua vez, apresenta maior grau de complexidade, pois o anel sozinho é muito estável e, para sua clivagem, é necessária maior reatividade dessa molécula, o que pode ser obtido com o aumento da glicose no meio até a concentração ótima para a indução enzimática, visto que sua presença resulta na formação de compostos altamente reativos que facilmente se envolvem em reações secundárias com compostos mais persistentes como o benzeno, aumentando a capacidade de mineralização do sistema.^22,30

Na presente pesquisa, quanto à influência do material suporte e à do próprio micélio fúngico de adsorver o corante, os ensaios de adorção realizados mostraram que os mesmos tiveram pouca influência na remoção do corante. A capacidade máxima do material suporte e a do micélio morto em adsorver o vermelho do congo era de, respectivamente, 0,005 g de corante/g de espuma e de 0,06 g de corante/g de micélio.

O sistema removeu 0,08 g de corante por grama de espuma, o equivalente a uma massa 4 e 3 vezes maior que a retida pelo material suporte no ponto de saturação da espuma suporte e que a do micélio morto, respectivamente, considerando que havia ao final do experimento 0,50 g de biomassa no interior do reator, crescendo aderida ao material suporte.

Mesmo no primeiro ciclo da Etapa I, no qual foram observadas as maiores remoções de corante e a ação da adsorção poderia ser maior, em virtude da disponibilidade elevada de sítios de ligação no material suporte, houve remoção de 0,008 g de corante por grama de espuma, o que equivale à remoção de 1, 6 vezes a massa de corante que a espuma de poliuretano é capaz de adsorver.

Na Etapa I foram também registradas as melhores remoções de matéria orgânica carbonácea, medida em termos de DQO. O maior percentual de remoção de matéria orgânica ocorreu no tempo reacional de 96 h do primeiro ciclo (99%) e a remoção média de matéria orgânica foi de 86%, obtendo-se coeficiente de velocidade k₁ de 0,048 h^-1.

Ainda nesta pesquisa, os resultados estimados para a constante cinética de Michaelis-Menten (K_M) pelo ajuste dos dados de decaimento de corante na equação linearizada de Hanes Woolf (Equação 2), ratificaram o alcance da melhor eficiência do tratamento na Etapa I, para a qual foi encontrado o valor mais baixo de K_M, de 0,7 g L^-1 (r²: 0,871), indicando que a glicose, adicionada na concentração de 1 g L^-1, foi melhor para o processo.

sendo C_S a concentração do corante; K_M a constante de Michaelis-Menten ou de afinidade pelo substrato; r a velocidade de remoção do corante e r_máx a velocidade máxima de remoção do corante.

Ao diminuir a concentração de glicose para 0,5 g L^-1 (Etapa II), a constante K_M foi de 1,1 g L^-1 (R²: 0,799), valor este 1,5 vezes superior ao registrado na Etapa I. Contudo, o pior resultado foi obtido na ausência do cossubstrato, K_M de 14 g L^-1 (R²: 0,837), quase 20 vezes superior ao encontrado para a Etapa I. Estes resultados novamente confirmaram que a presença da glicose (1 g L^-1) foi benéfica para a eficiência de remoção do corante pelos micro-organismos.

Radha et al.³¹ verificaram afinidade elevada de fungos pelo corante vermelho do congo (0,02 g L^-1), na presença de glicose (5 g L^-1) em meio mineral. Utilizaram a espécie Phanerochaete chrysosporium imobilizada em esferas de alginato de sódio (2, 3, 4, 5 e 6 mm), tendo obtido para a constante de afinidade (K_M) valores variando de 0,203 a 0,253 g L^-1, em função do tamanho das esferas. Estes valores foram de 3 a 4 vezes menores que os encontrado na presente pesquisa, nas Etapas I e II, porém é importante ressaltar que foi utilizada concentração 5 vezes menor de glicose (1 g L^-1), de modo que ainda assim foram obtidos bons percentuais médios de remoção do vermelho do congo (95%) e de matéria orgânica (86%).

Em relação ao pH, ao longo dos ciclos operacionais foi mantida a característica ácida do meio, o que foi observado em todas as Etapas de estudo, resultando em valor médio de 2,5 (Etapa I), 3,1 (Etapa II) e 4,1 (Etapa III).

A diminuição dos valores de pH no final dos ciclos operacionais está, possivelmente, relacionada à produção de ácidos orgânicos, devido à utilização das fontes de carbono pelos fungos. ²⁴ De fato, na Etapa I, quando houve maior remoção de corante do meio, estes valores foram menores, variando de 1,8 a 4.

Wanderley³² estudou a remoção de vermelho do congo por Aspergillus niger em reatores em batelada, utilizando biomassa imobilizada e glicose (1,0 g L^-1) como cossubstrato. Os reatores foram operados durante 25 dias e as maiores eficiências, quanto à remoção do corante (85 e 87%), ocorreram quando o meio apresentou pH baixo (3,2 a 3,7). O valor do pH nos reatores utilizados como controle foi superior a 7 e não foi observada remoção significativa de corante (12%).

Michniewicz et al.³³ obtiveram maior eficiência de remoção dos corantes têxteis azul ácido 62 (125 µM) e 40 (211 µM), azul reativo 81 (124 µM) e preto direto (92,25 µM) em meio aquoso, na condição de pH baixo, por enzimas lacases, produzidas pelo fungo Cerrena unicolor. Variaram o pH do meio de 2 a 7 e alcançaram maior produção de lacase em pH 3,5, correspondendo a 100% da atividade enzimática, a qual diminuiu drasticamente em pH 7 para apenas 20% do valor inicial.

Os meios com valores baixo de pH são mais propícios aos fungos^24,34 e grande número de enzimas secretadas por eles possuem sua atividade ótima em pH cujos valores se encontram na faixa ácida, sendo que a partir de 7 a atividade enzimática tende a diminuir,³³ ocorrendo, consequentemente, a perda da eficiência da remoção do poluente.

No final da operação do reator, as análises de microscopia confirmaram a presença do Aspergillus niger AN400 e não foi observada contaminação do meio por micro-organismos alóctones. A contagem do número de colônias revelou concentração de esporos por mL de 8 x 10⁴ UFC mL^-1.

CONCLUSÕES

O reator em bateladas sequenciais com biomassa imobilizada da linhagem mutante Aspergillus niger AN400 apresentou boa eficiência quanto à diminuição da concentração de vermelho do congo (95%) e de matéria orgânica carbonácea (86%), obtidos na Etapa I.

Quando da adição da glicose na menor concentração estudada (0,5 g L^-1), a remoção de corante não diferiu da registrada sem a presença de glicose no meio, o que foi endossado pelos parâmetros cinéticos estimados, tanto pelo coeficiente de velocidade k₁ (0,01 h^-1), como pela constante K_M - 1,1 e 14 g h^-1, respectivamente, nas Etapas II e III.

O uso da glicose como cossubstrato, na concentração de 1 g L^-1 (Etapa I), resultou nos maiores valores estimados para a velocidade de remoção de corante (k₁: 0,025 h^-1) e para a constante de Michaelis-Menten (K_M), a qual foi de 0,7 g L^-1. Porém, não houve mineralização completa do poluente, uma vez que, apesar de se ter constatado a eliminação da ligação azo e do anel naftaleno, o anel benzeno não foi efetivamente removido do meio.

Os resultados obtidos na pesquisa indicam a necessidade da continuidade dos estudos sobre a concentração ótima de glicose, bem como de outros tipos de cossubstrato, a fim de viabilizar a operação eficiente do sistema, prevendo a mineralização total do corante no efluente final.

AGRADECIMENTOS

Ao CNPq, pelo financiamento da pesquisa (Processo no 567552/2008, Edital Jovens Pesquisadores), e à FUNCAP pela concessão de duas bolsas de iniciação científica.

Recebido em 28/5/10; aceito em 25/1/11; publicado na web em 1/4/11

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  12 Set 2011
• Data do Fascículo
  2011

Histórico

• Aceito
  25 Jan 2011
• Recebido
  28 Maio 2010