Diversidad y calidad fúngica del aire de la Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba

Diversity and fungal quality of the air at the Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba

RESUMEN

El estudio de la aeromicobiota de los museos contribuye a la conservación de los materiales que allí se resguardan y a la prevención de enfermedades alérgicas en los visitantes. El objetivo de este trabajo fue determinar la diversidad y calidad fúngica del aire de la Casa Museo Polo Montañez mediante una metodología volumétrica no viable. Se calculó la razón entre las concentraciones fúngicas del aire interior y exterior para evaluar su calidad. Además, se realizó un análisis ecológico de los hongos detectados. La calidad del aire interior de las salas fue buena y se comprobó la similitud entre los taxones del interior y exterior. El tipo esporal Aspergillus/Penicillium destacó por su abundancia en el aire interior y el tipo esporal Cladosporium en el exterior. De la micobiota detectada 12 géneros se informan con propiedades biodeteriorantes y nueve alergénicas. Los cuatro tipos esporales identificados pueden manifestar ambas potencialidades.

Palabras clave:
Aeromicología; alergia; biodeterioro; hongos; relación interior/exterior

ABSTRACT

The study of the aeromicobiota of museums contributes to the conservation of the materials that are stored there and to the prevention of allergic diseases in visitors. The objective of this work was to determine the fungal diversity and quality of the air in the Polo Montañez House Museum by means of a non-viable volumetric methodology. The ratio between the fungal concentrations of the indoor and outdoor air was calculated to assess its quality. In addition, an ecological analysis of the detected fungi was carried out. The indoor air quality of the rooms was good and the similarity between the indoor and outdoor taxa was verified. The Aspergillus/Penicillium sporal type stood out for its abundance in the indoor air and the Cladosporium sporal type outdoors. Of the mycobiota detected 12 genera are reported with biodeteriorant properties and nine allergenic. The four sporal types identified can manifest both potentialities.

Palavras-chave:
Aeromycology; allergy; biodeterioration; fungi; indoor/outdoor ratio

Introducción

Los hongos constituyen el grupo más diverso de todas las biopartículas presentes en el aire (Ruga et al. 2015). Estos ocasionan biodeterioro de materiales orgánicos e inorgánicos presentes en ambientes interiores de museos (Borrego & Molina 2019). La alta versatilidad metabólica les permite colonizar varios tipos de sustrato y causar daños tanto de tipo estético, como químico o mecánico (Ruga et al. 2019).

Los propágulos fúngicos llegan al interior de estas instituciones a través de sistemas de ventilación, la ropa de los visitantes o puntos imperfectamente sellados de la edificación (Colbeck et al. 2019). También la presencia de microcolonias de hongos en superficies temporalmente húmedas, pueden constituir fuentes de fragmentos de hifas y esporas (Tang et al. 2015). Asimismo, los muebles, objetos y materiales de la construcción pueden servir como sustratos que sostienen el crecimiento de hongos en interiores, en dependencia del tipo de material por el que estén compuesto o por la cantidad de polvo que acumulen (Molina & Borrego 2014).

Los altos valores de humedad relativa y temperatura existentes en países tropicales, favorecen el incremento de la concentración fúngicas en el aire (García & Sánchez 2012). Además, permiten explicar posibles fuentes de los propágulos y su dinámica en interiores, como son la estabilidad como bioaerosoles y la deposición sobre superficies (McGinnis 2007).

La inhalación de las esporas fúngicas presentes en estos ambientes interiores, puede causar reacciones de hipersensibilidad en individuos sensibilizados que visiten el museo o laboren en él. Esto se debe a la presencia de enzimas, proteínas estructurales y metabolitos con propiedades alergénicas (Rick et al. 2016). El espectro de las enfermedades alérgicas que pueden provocar, incluye la dermatitis atópica, la rinitis y el asma (Simon-Nobbe et al. 2008).

En el muestreo de los hongos del aire exterior e interior se pueden utilizar métodos cultivables y de microscopía directa (Kleinheinz et al. 2006). Los métodos que utilizan el cultivo permiten la detección solamente de los hongos que crecen en el medio seleccionado y bajo determinadas condiciones de incubación, subestimando la diversidad fúngica presente (Mensah-Attipoe & Toyinbo 2019). En este sentido An et al. (2018) informaron que sólo del 10% - 40% de los propágulos recolectados son cultivables. Por lo tanto, el uso de la metodología de microscopía directa permite conocer el número total de esporas presentes en el aire, independientemente de su viabilidad (Cox et al. 2020). No obstante, mediante este método sólo puede realizarse la identificación hasta género o tipo esporal (TE), porque no permite el reconocimiento de estructuras de reproducción ni vegetativas (Mallo et al. 2011, Almaguer-Chávez et al. 2018).

La Casa Museo Polo Montañez se fundó en honor a Fernando Borrego Linares, más conocido como Polo Montañez, el Guajiro Natural, y está ubicada en el Complejo Turístico Las Terrazas. Esta comunidad fue fundada el 28 de febrero de 1971 como parte de un proyecto de economía rural sostenible, basado en la explotación turística racional de las riquezas naturales y el mejoramiento de la calidad de vida de sus pobladores (Ramírez & Pérez 2007). En esta Casa Museo se encuentran tres salas de exposición, que tienen los discos de oro y platino obtenidos por el intérprete autodidacta, el emblemático sombrero blanco de Polo y su guitarra, así como otros objetos personales y distinciones (Najarro 2010).

En Cuba se han realizado varios estudios sobre la aeromicobiota de interiores de locales con valor patrimonial en La Habana y Matanzas (Borrego et al. 2010, García & Sánchez 2012, Borrego & Molina 2019). Sin embargo, todos se han realizado en zonas urbanas mediante metodologías volumétricas viables. Por ello el objetivo de este trabajo fue determinar la diversidad y calidad fúngica del aire de la Casa Museo Polo Montañez mediante una metodología volumétrica no viable.

Materiales y métodos

La Casa Museo Polo Montañez se encuentra ubicada en la zona rural de las Terrazas, Artemisa, Cuba. El área donde se ubica este museo pertenece a la Reserva de la Biosfera Sierra del Rosario de Cuba, categoría otorgada por la existencia de ecosistemas representativos y culturales de la región (Ramírez & Pérez 2007). La figura 1 muestra un diagrama de las salas de exposición de este museo. Para este estudio se seleccionaron la Sala 2 (S2) y la Sala 3 (S3), debido a la diversidad de sustratos orgánicos e inorgánicos que presentan (figura 2). El muestreo del aire interior se realizó en el centro de las salas y se tomaron dos muestras en el exterior (E1 y E2), el 6 de diciembre de 2019 de 1:00 a 2:00 pm. La recolecta de los propágulos fúngicos se realizó durante 5 minutos con un equipo volumétrico no viable, ubicado de forma vertical a la corriente de aire y casetes colectores (Zefon Bio-Pump y Air-O-Cell cassettes, Zefon, Ocala, Florida, USA) a un índice de flujo de 15 L min^-1. Los valores de temperatura y de humedad relativa ambiental se tomaron in situ en el momento del muestreo con un termohigrómetro digital.

Las muestras fueron procesadas siguiendo las recomendaciones de Zefon International (2009). Para su preparación primeramente se añadió en el portaobjeto una o dos gotas de lactofenol azul de algodón. Se cortó el sello del casete y la cubierta de cristal deslizante (que contiene la muestra) fue removida y colocada lentamente con la muestra hacia abajo sobre el portaobjeto con la solución. El recuento de esporas se realizó en un microscopio Zoel modelo N-2000 con aumento 400X. La identificación de las esporas hasta género o TE se determinaron según lo descrito por Almaguer et al. (2015, 2017), Almaguer-Chávez et al. (2018). La concentración total del aire exterior e interior (esporas m^-3) fue calculada por las ecuaciones proporcionadas por Zefon International (2009). Para medir la calidad del aire interior en cuanto a contaminación fúngica se utilizó la razón entre las concentraciones del interior y el exterior (I/E), clasificándose de buena (I/E ≤ 1.5), regular (1.5 < I/E ≤ 2) o deficiente (I/E> 2) (De Aquino Neto & de Goés Siqueira 2000).

Figura 1
Planta baja del área de exposición de la Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba.
Figure 1
Floor plan of the exhibition area of the Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba.

Además, se calculó la Densidad Relativa (DR) y el coeficiente de similitud de Sørensen (QS). El QS se determinó por la ecuación QS=2C/(A+B); donde A y B son el número de géneros y TE identificados en el interior y exterior respectivamente y C es el número de géneros y TE compartidos por ambos (Abu-Dieyeh et al. 2010, Borrego & Molina 2014).

Figura 2
Salas muestreadas en la Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba. a. Sala 2. b. Sala 3.
Figure 2
Sampled rooms in the Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba. a. Room 2. b. Room 3.

Resultados y Discusión

En S2 la concentración fúngica total del aire fue de 1587 esporas m^-3 y en S3, 1507 esporas m^-3. En el aire exterior fueron 22747 esporas m^-3 en E1 y 4707 esporas m^-3 en E2. Tanto las concentraciones del aire interior como las del exterior fueron superiores a los informes de otras investigaciones realizadas en el Museo de La Plata (Argentina), y en la Galería Nacional de Umbría (Italia), ambas en zonas urbanas, donde se utilizaron, al igual que en este estudio, una metodología volumétrica no viable (Nitiu et al. 2016, Mallo et al. 2017, Ruga et al. 2019). Esto puede deberse a que las condiciones ambientales y la variabilidad de sustratos presente en zonas rurales pueden favorecer mejor el desarrollo de los hongos que en áreas urbanas (Adhikari et al. 2004).

Bickersteth (2016) recomiendan rangos de valores de humedad relativa (HR) entre 45% - 55% y de temperatura de 15°C - 25°C para el almacenamiento de los objetos en los museos. La temperatura determinada (tabla 1) puede favorecer la esporulación y crecimiento fúngico de las esporas que se depositen sobre los materiales de las salas (Cabral 2010, Molina-Veloso et al. 2017). Sin embargo, la HR (tabla 1), puede influir negativamente en ambos procesos fisiológicos (Kalyoncu 2010). Por lo tanto, las condiciones microclimáticas del museo no son adecuadas para el desarrollo de los hongos.

Teniendo en cuenta los valores de la razón I/E (tabla 2), las salas se clasificaron con una buena calidad del aire interior, según los criterios De Aquino Neto & de Goés Siqueira (2000). Esto indica que el sistema de ventilación natural es eficiente para controlar el nivel de esporas dentro de las salas monitoreadas, así como las condiciones de conservación y limpieza.

Tabla 1
Temperatura (T) y Humedad Relativa (HR) registrada, Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba.
Table 1
Recorded Temperature (T) and Relative Humidity (RH), Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba.

Ambiente	T (°C)	HR (%)
Interior	31	48
Exterior	30	40

Tabla 2
Razón de las concentraciones determinadas entre los ambientes muestreados y valores del coeficiente de similitud de Sørensen, Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba. I/E: relación interior/exterior. QS: coeficiente de similitud de Sørensen.
Table 2
Ratio of the concentrations determined between the sampled environments and values of the Sørensen similarity coefficient, Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba. I/E: indoor/outdoor ratio. QS: Sørensen similarity coefficient.

	E1	E2
	I/E	QS	I/E	QS
S2	0,07	0,64	0,34	0,70
S3	0,07	0,73	0,32	0,60

Tabla 3
Densidad Relativa (DR), Razón Interior/Exterior (I/E) y referencias de las propiedades alergénicas y biodeteriorantes de los géneros y Tipos Esporales (TE) encontrados en el aire exterior e interior de la Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba. LM: Lugar del Muestreo.
Table 3
Relative density and references of the allergenic and biodeteriorating properties of the Genera and Sporal Types (ST) in the outdoor and indoor air of the Casa Museo Polo Montañez, Artemisa, Cuba. LM: Sampling site.

Géneros y Tipos Esporales	Exterior		Interior		I/E	Potencialidades
	DR	LM	DR	LM		Alergénicas	Biodeteriorantes
	(%)		(%)
Alternaria	0,05	E1				Levetin et al. 2016	Borrego et al. 2010
Cercospora	0,80	E1, E2	13,10	S2, S3	1,26	Jenkins 1981
Chaetomium	0,05	E1	0,69	S3	1	Levetin et al. 2016	Fazio et al. 2010
Curvularia	36,15	E1, E2	19,31	S2, S3	0,04	Simon-Nobbe et al. 2008	Borrego et al. 2010
Fusarium	1,17	E1, E2	2,07	S2	0,13	Levetin et al. 2016	Borrego et al. 2010
Ganoderma			5,52	S2, S3		Simon-Nobbe et al. 2008	Dawar et al. 2015
Gliomastix			0,69	S2			McGinnis et al. 1975
Lasiodiplodia	0,05	E1					Li et al. 2017
Leptosphaeria			0,69	S3		Simon-Nobbe et al. 2008	Brunner et al. 2018
Leptosphaerulina			1,38	S2, S3		Green 2005
Monodictys	0,85	E1, E2	7,59	S2, S3	0,68		McGinnis et al. 1975
Nigrospora	0,90	E1, E2	2,07	S2, S3	0,17	Simon-Nobbe et al. 2008	Fazio et al. 2010
Pestalotiopsis			0,69	S2			Bhardwaj et al. 2012
Venturia			1,38	S2
Zygosporium	0,05	E1	0,69	S3	1		Ong & Sudesh 2016
TE Aspergillus /Penicillium	1,01	E1, E2	26,90	S2, S3	2,05	Levetin et al. 2016	Borrego et al. 2010
TE Bipolaris /Drechslera	5,00	E1, E3	0,69	S2	0,01	Levetin et al. 2016	Borrego & Molina 2014
TE Cladosporium	53,91	E1, E2	15,86	S2, S3	0,02	Simon-Nobbe 2008	Borrego & Molina 2014
TE Periconia			0,69	S2		Karne 2013	Coronado-Ruiz et al. 2018

El empleo, por primera vez de este método no viable (Zefon Bio-Pump y Air-O-Cell cassettes) para el monitoreo del aire en un museo de Cuba, permitió la identificación de 15 géneros y cuatro TE (tabla 3). En las dos muestras del aire interior se detectaron Cercospora, Curvularia, Ganoderma, Monodictys, Leptosphaerulina, Nigrospora, TE Aspergillus/Penicillium, TE Cladosporium. En las del exterior Cercospora, Curvularia, Fusarium, Monodictys, Nigrospora, TE Aspergillus/Penicillium, TE Bipolaris/Drechslera y TE Cladosporium. El TE Aspergillus/Penicillium destacó por ser abundante en el aire interior, mientras que TE Cladosporium en el exterior. Estos resultados concuerdan con los de Mallo et al. (2017) que demostraron el predominio del TE Aspergillus/Penicillium en el aire interior del Museo de la Plata y la de TE Cladosporium en el exterior. Asimismo, Codina et al. (2008) en un estudio en Florida obtuvieron que el TE Aspergillus/Penicillium predominó en el interior de las casas estudiadas y el TE Cladosporium presentó una mayor concentración en el exterior que en el interior.

Almaguer et al. (2012) aislaron los géneros Alternaria, Aspergillus, Bipolaris, Cercospora, Cladosporium, Chaetomium, Curvularia, Drechslera, Fusarium, Monodictys, Nigrospora, Penicillium y Zygosporium anteriormente de una zona rural de Artemisa, la misma provincia donde se encuentra ubicada la Casa Museo Polo Montañez. También hay informes, en el aire de áreas rurales de la India, de los géneros Alternaria, Aspergillus, Bipolaris, Cercospora, Cladosporium, Chaetomium, Curvularia, Drechslera, Fusarium, Ganoderma, Nigrospora, Penicillium y Periconia (Adhikari et al. 2004).

El coeficiente de similitud de Sørensen (tabla 2) demostró la semejanza entre la micobiota del interior y del exterior. Esto puede deberse a que las ventanas de la Casa Museo permanecen abiertas durante todo el día y por tanto se favorece el intercambio de aire y la entrada inmediata de propágulos fúngicos. Ruga et al. (2019) plantean que el número de visitantes se relaciona con la tendencia del aumento de contaminantes fúngicos en el interior de estos locales. También la abundancia de hongos frecuentes usualmente en el exterior, como el TE Cladosporium y Curvularia, corroboran la influencia del ambiente exterior sobre el interior.

De los géneros y TE encontrados se informan 16 que son potencialmente biodeteriorantes, lo que representa el 84,21% del total identificado (tabla 3). Otros autores comprobaron que estos representantes fúngicos pueden degradar celulosa, almidón y xilano (Fazio et al. 2010, Borrego & Molina 2014), compuestos presentes en los sustratos del museo muestreado en esta investigación. Asimismo, Corrêa et al. (2019) demostraron que Aspergillus y Fusarium pueden provocar una ligera disminución de la suavidad de las superficies de vidrio. Para comprobar si los propágulos fúngicos que se encuentran en la Casa Museo presentan algunas de estas propiedades se sugiere el uso de un método de cultivo que permita el aislamiento de estos hongos. La combinación de ambos métodos también ofrecerá mayor información sobre la diversidad y calidad fúngica presente en el aire.

Por otra parte, el 68,42% de los hongos detectados tienen potencialidades alergénicas (tabla 3). La inhalación de las esporas detectadas y su posterior deposición en el tracto respiratorio puede provocar reacciones de hipersensibilidad de tipo I (An et al. 2018). En este sentido, Wiszniewska et al. (2009) demostraron que el 30% de los empleados del Museo Nacional de Varsovia estaban sensibilizados a Penicillium, Aspergillus, Cladosporium o Alternaria. Asimismo, Álvarez et al. (2020) comprobaron que un alto porcentaje de los trabajadores de la Biblioteca Central “Rubén Martínez Villena” y el Archivo Histórico de la Universidad de La Habana de Cuba estuvieron sensibilizados a estos mismos géneros. Esto evidencia que la exposición a algunos de los géneros detectados en este estudio, puede provocar el aumento del riesgo de sensibilización en las personas que asistan a la Casa Museo con antecedentes de enfermedades respiratorias alérgicas.

La calidad del aire interior de la Casa Museo Polo Montañez fue buena y la micobiota interior fue similar a la del exterior, lo que evidencia que el tipo de ventilación utilizada es eficiente. Aunque se detectaron hongos con propiedades biodeteriorantes los valores de HR registrados no favorecen su desarrollo sobre los sustratos presentes. Sin embargo, sí podrían causar reacciones de hipersensibilidad en las personas que trabajan o visitan la institución con antecedentes de enfermedades respiratorias alérgicas.

Agradecimientos

Los autores agradecen a Fidel Hernández Figueroa, por la coordinación para la realización de este muestreo y al cuidador del Museo, Luis Borrego Linares. Este trabajo forma parte de las actividades del Grupo Científico Estudiantil de Ecología Microbiana, Facultad de Biología, Universidad de La Habana, Cuba.

Literatura citada

• Abu-Dieyeh, M.H., Barham, R., Abu-Elteen, K., Al-Rashidi, R. & Shaheen, I. 2010. Seasonal variation of fungal spore populations in the atmosphere of Zarqa area, Jordan. Aerobiologia 26: 263-276.
• Adhikari, A., Sen, M.M., Gupta-Bhattacharya, S. & Chanda, S. 2004. Airborne viable, non-viable, and allergenic fungi in a rural agricultural area of India: a 2-year study at five outdoor sampling stations. Science of the Total Environment 326: 123-141.
• Almaguer, M., Rojas, T.I., Rodríguez-Rajo, F.J. & Aira, M.J. 2012. Airborne fungal succession in a rice field of Cuba. European Journal of Plant Pathology 133: 473-482.
• Almaguer, M., Aira, M.J., Rodríguez-Rajo, F.J., Fernández-González, M. & Rojas-Flores T.I. 2015. Thirty-four identifiable airborne fungal spores in Havana, Cuba. Annals of Agricultural and Environmental Medicine 22: 215-220.
• Almaguer, M., Sánchez, K.C. & Rojas, T.I. 2017. Dinámica de conidióforos de Zygosporium en la atmósfera de La Habana, Cuba. Revista Cubana de Ciencias Biológicas 5: 1-7.
• Almaguer-Chávez, M., Aira, M.J., Rojas T.I., Fernández-González, M. & Rodríguez-Rajo, F.J. 2018. New findings of airborne fungal spores in the atmosphere of Havana, Cuba, using aerobiological non-viable methodology. Annals of Agricultural and Environmental Medicine 25: 349-359.
• Álvarez, M., Castro, R.L., Leyva, Y., López, B., Rodríguez, J., Rojas, T.I., Piera, O.M. & Labrada, A. 2020. Sensibilización a hongos anemófilos en trabajadores(as) del Archivo y Biblioteca de la Universidad de La Habana. Archivos del Hospital Universitario “General Calixto García”. Disponible en http://revcalixto.sld.cu (acceso el 10-X-2020).
  » http://revcalixto.sld.cu
• An, C., Woo, C. & Yamamoto, N. 2018. Introducing DNA-based methods to compare fungal microbiota and concentrations in indoor, outdoor, and personal air. Aerobiologia 34: 1-12.
• Bhardwaj, H., Gupta, R. & Tiwari, A. 2013. Communities of microbial enzymes associated with biodegradation of plastics. Journal of Polymers and the Environment 21: 575-579.
• Bickersteth, J. 2016. IIC and ICOM-CC 2014 Declaration on environmental guidelines. Studies in Conservation 61: 12-17.
• Borrego, S., Guiamet, P., Gómez, S., Batistini, P., García M., Lavin, P. & Perdomo, I. 2010. The quality of air at archives and the biodeterioration of photographs. International Biodeterioration & Biodegradation 64: 139-145.
• Borrego, S.F. & Molina, A. 2014. Comportamiento de la aeromicrobiota en dos depósitos del Archivo Nacional de la República de Cuba durante 7 años de estudio. AUGMDOMUS 6: 1-24.
• Borrego, S. & Molina, A. 2019. Fungal assessment on storerooms indoor environment in the National Museum of Fine Arts, Cuba. Air Quality, Atmosphere & Health 12: 1373-1385.
• Brunner, I., Fischer, M., Rüthi, J., Stierli, B. & Frey, B. 2018. Ability of fungi isolated from plastic debris floating in the shoreline of a lake to degrade plastics. PLoS one 13: 1-14.
• Cabral, J.P. 2010. Can we use indoor fungi as bioindicators of indoor air quality? Historical perspectives and open questions. Science of the Total Environment 408: 4285-4295.
• Codina, R., Fox, R.W., Lockey, R.F., DeMarco, P. & Bagg, A. 2008. Typical levels of airborne fungal spores in houses without obvious moisture problems during a rainy season in Florida, USA. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology 18: 156-162.
• Colbeck, I., Sidra, S., Ali, Z., Ahmed, S. & Nasir, Z.A. 2019. Spatial and temporal variations in indoor air quality in Lahore, Pakistan. International Journal of Environmental Science and Technology 16: 2565-2572.
• Coronado-Ruiz, C., Avendaño, R., Escudero-Leyva, E., Conejo-Barboza, G., Chaverri, P. & Chavarría, M. 2018. Two new cellulolytic fungal species isolated from a 19^th-century art collection. Scientific Reports 8: 1-9.
• Corrêa, A.M., Palomar, T., Alves, L., da Silva, S., Monteiro, R., Macedo, M. & Vilarigues, M. 2019. Fungal biodeterioration of stained-glass windows in monuments from Belém do Pará (Brazil). International Biodeterioration & Biodegradation 138: 106-113.
• Cox, J., Mbareche H., Lindsley, W.G. & Duchaine, C. 2020. Field sampling of indoor bioaerosols. Aerosol Science and Technology 54: 572-584.
• Dawar, S., Tariq, M. & Sultan, F. 2015.Fungal deterioration of cellulosic materials. International Journal of Biology Research 3: 3-5.
• De Aquino Neto, F.R. & de Goés Siqueira, L.F. 2000. Guidelines for indoor air quality in offices in Brazil. In Proceedings of Healthy Buildings 4: 549-554.
• Fazio, A.T., Papinutti, L., Gómez, B.A., Parera, S.D., Romero, A.R., Siracusano, G. & Maier, M.S. 2010. Fungal deterioration of a Jesuit South American polychrome wood sculpture. International Biodeterioration & Biodegradation 64: 694-701.
• García, M. & Sánchez, R. 2012. Estudio de la concentración fúngica aérea de los depósitos del Archivo Municipal de Cárdenas, Cuba. Revista de la Sociedad Venezolana de Microbiología 32: 37-43.
• Green, B.J. 2005. Detection and diagnosis of fungal allergic sensitisation. Tesis de Doctorado, University of Sydney, Sydney.
• Jenkins, P.F., Mullins, J., Davies, B.H. & Williams, D.A. 1981. The possible role of aero-allergens in the epidemic of asthma deaths. Clinical & Experimental Allergy 11: 611-620.
• Kalyoncu, F. 2010. Relationship between airborne fungal allergens and meteorological factors in Manisa City, Turkey. Environmental Monitoring and Assessment 165: 553-558.
• Karne, A.V. 2013. Aeromycological investigations in the ambient air over some crop fields in context to pathogenic and allergenic fungal bioaerosols. Nature Environment and Pollution Technology 12: 695-698.
• Kleinheinz, G.T., Langolf, B.M. & Englebert, E. 2006. Characterization of airborne fungal levels after mold remediation. Microbiological Research 161: 367-376.
• Levetin, E., Horner, W.E., Scott, J. A., Barnes, C., Baxi, S., Chew, G.L., Kennedy, K., Larenas-Linneman, D., Miller, J.D., Phipatanakul, W., Portnoy, J.M. &Williams P.B. 2016. Taxonomy of Allergenic Fungi. The Journal of Allergy and Clinical Immunology: In Practice 4: 375-385.
• Li, Q., Zhang, B., Wang, L. & Ge, Q. 2017. Distribution and diversity of bacteria and fungi colonizing ancient Buddhist statues analyzed by high-throughput sequencing. International Biodeterioration & Biodegradation 117: 245-254.
• Mallo, A.C., Nitiu, D.S & Gardella, M.C. 2011. Airborne fungal spore content in the atmosphere of the city of La Plata, Argentina. Aerobiologia 27: 77-84.
• Mallo, A.C., Elíades, L.A., Nitiu, D.S. & Saparrat, M.C. 2017. Fungal monitoring of the indoor air of the Museo de La Plata Herbarium, Argentina. Revista Iberoamericana de Micología 34: 99-105.
• McGinnis, M.R. 2007. Indoor mould development and dispersal. Medical Mycology 45: 1-9.
• McGinnis, M.R., Nilson, D.A. & Ware, L.L. 1975. Mycotic biodeterioration associated with the movement and storage of commercially handled household goods. Mycopathologia 57: 41-45.
• Mensah-Attipoe, J. & Toyinbo, O. 2019. Fungal growth and aerosolization from various conditions and materials. In: E. Silva de Loreto (ed.). Fungal Infection. IntechOpen, London, pp. 1-10.
• Molina, A. & Borrego, S. 2014. Análisis de la micobiota existente en el ambiente interior de la mapoteca del Archivo Nacional de la República de Cuba. Boletín Micológico 29: 2-17.
• Molina-Veloso, A., Borrego, S.F. & Ortega, D.B. 2017. Potencialidades biodeteriorantes y patogénicas de hongos anemófilos ambientales frecuentes en ambiente de archivos y museos cubanos. Revista CENIC Ciencias Biológicas 48: 69-80.
• Najarro, L.D. 2010. Casa Museo del cantautor Polo Montañez. Hicuba.com. Disponible en http://www.hicuba.com (acceso el 13-IX-2020).
  » http://www.hicuba.com
• Nitiu, D.S., Mallo, A.C., García Santa Cruz, M.G. & Gómez, A.F. 2016. Estudio interdisciplinario de diagnóstico ambiental para la conservación preventiva en el Museo de La Plata. Acta del I Encuentro Nacional sobre Ciudad, Arquitectura y Construcción Sustentable, La Plata, pp. 351-362.
• Ong, S.Y. & Sudesh, K. 2016. Effects of polyhydroxyalkanoate degradation on soil microbial community. Polymer Degradation and Stability 131: 9-19.
• Ramírez, J.F. & Pérez, I. 2007. Desarrollo Sostenible Local a partir del manejo turístico de un área natural. Experiencia en “Las Terrazas”, Cuba. Economía y Desarrollo 141: 121-134.
• Rick, E.M., Woolnough, K., Pashley, C.H. & Wardlaw, A.J. 2016. Allergic fungal airway disease. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology 26: 344-354.
• Ruga, L., Orlandi, F., Romano, B. & Fornaciari, M. 2015. The assessment of fungal bioaerosols in the crypt of St. Peter in Perugia (Italy). International Biodeterioration & Biodegradation 98: 121-130.
• Ruga, L., Orlandi, F. & Fornaciari, M. 2019. Preventive Conservation of Cultural Heritage: Biodeteriogens Control by Aerobiological Monitoring. Sensors 19: 3647.
• Simon-Nobbe, B., Denk, U., Pöll, V., Rid, R. & Breitenbach, M. 2008. The Spectrum of Fungal Allergy. International Archives of Allergy and Immunology 145: 58-86.
• Tang, X., Misztal, P.K., Nazaroff, W.W. & Goldstein, A.H. 2015. Siloxanes are the most abundant volatile organic compound emitted from engineering students in a classroom. Environmental Science y Technology Letters 2: 303-307.
• Wiszniewska, M., Walusiak-Skorupa, J., Pannenko, I., Draniak, M. & Palczynski, C. 2009. Occupational exposure and sensitization to fungi among museum workers. Occupational Medicine 59: 237-242.
• Zefon International 2009. Air-O-Cell Bioaerosol Sampling Cassette. Laboratory & User Manual, Ocala, FL, USA.

Editor Asociado: Regina Maria de Moraes

Fechas de Publicación

• Publicación en esta colección
  13 Dic 2021
• Fecha del número
  2021

Histórico

• Recibido
  10 Dic 2020
• Acepto
  23 Mar 2021