HISTOLOGIA DO APARELHO REPRODUTOR MASCULINO E MORFOMETRIA DA POPULAÇÃO CELULAR DOS FOLÍCULOS TESTICULARES DE CHROMACRIS SPECIOSA (THUNBERG, 1824) (ORTHOPTERA: ROMALEIDAE) SUBMETIDO A TRÊS FOTOPERÍODOS

HISTOLOGY OF THE MALE REPRODUCTIVE SYSTEM AND MORPHOMETRY OF CELL POPULATION OF THE TESTICULAR FOLLICLES OF CHROMACRIS SPECIOSA (THUNBERG, 1824) (ORTHOPTERA: ROMALEIDAE) SUBMITTED TO THREE PHOTOPERIODS

RESUMO

A pesquisa teve o objetivo de descrever a histologia dos ovários, ovidutos laterais, oviduto comum e espermateca, e realizar a morfometria dos ovários de Tropidacris collaris (Stoll, 1813) (Orthoptera: Romaleidae), submetido aos fotoperíodos de 10L:14E, 12L:12E e 14L:10E. Para morfometria utilizou-se uma lupa binocular adaptada com uma ocular milimétrica, sendo registrado o comprimento e as larguras dos ovários. Posteriormente, os ovaríolos foram separados e contados. Para análise histológica, os órgãos foram fixados em Boüin alcoólico, incluídos em “paraplast” e corados pela H.E., tricrômico de Mallory e P.A.S (Ácido Periódico de Schiff). Os resultados mostraram que não houve influência dos fotoperíodos sobre a morfometria dos ovários, número de ovaríolos e histologia dos órgãos. Foram encontrados ovários préreprodutivos e reprodutivos. As médias do número de ovaríolos foram de 195,62, 202,62 e 208,25 para os fotoperíodos de 10L:14E, 12L:12E e 14L:10E, respectivamente, sendo mais numerosos no ovário esquerdo. Cada ovaríolo apresentou morfologia tubular com regiões bem distintas (filamento terminal, germário e vitelário). O oviduto lateral é revestido internamente por tecido epitelial simples cúbico com numerosas dobras, apoiado no tecido conjuntivo e externamente por uma camada de tecido muscular estriado. O oviduto comum apresenta a mesma constituição histológica do oviduto lateral, exceto pela presença de epitélio com íntima cuticular e uma camada muscular bem desenvolvida. A espermateca é constituída por tecido epitelial pseudo-estratificado colunar com íntima cuticular e tecido muscular estriado associado a tecido conjuntivo.

PALAVRAS-CHAVE
Gafanhoto; morfologia; reprodução; espermatogênese e fotoperíodos

ABSTRACT

The research aimed to study the histology of ovaries, lateral oviducts, common oviducts and spermatheca, and morphometry of the ovaries of Tropidacris collaris (Stoll, 1813) (Orthoptera: Romaleidae), reared under the photoperiods 10:14, 12:12 and 14:10 (L:D). Morphometry was conducted using a binocular magnifying glass adapted with a milimetric ocular, being registered the length and the width of the ovaries. Subsequently the ovarioles were separated and counted. For the histological analysis, the organs were fixated in alcoholic Boüin, included in “paraplast” and stained by H.E., Mallory’s trichromic and P.A.S. Photoperiods studied did not influence the morphometry of the ovaries, number of ovarioles and the histology of the organs. The averages of the ovarioles number were of 195,62, 202,62 and 208,25 for the fotoperíodos of 10L:14D, 12L:12D and 14L:10D, respectively, being more numerous in the left-side ovary. Each ovarioles presented tubular morphology with distinct regions (terminal filament, germarium and vitellarium). The lateral oviducts are internally covered by simple cubic epithelial tissue with numerous folds, sustained on the connective tissue and, externally, by a striated muscular tissue layer. The common oviduct presents the same histological constitution of the lateral oviduct, except by the presence of the epithelium with cuticular intima and a well developed muscular layer. The spermatheca is constituted by columnar pseudo-stratified epithelial tissue with cuticular intima and striated muscular tissue associated to connective tissue.

KEY WORDS
Grasshopper; morphology; reproduction; spermatogenesis; photoperiods

INTRODUÇÃO

De acordo com ROBERTS & CARBONELL (1982) e DURANTON et al. (1987) Chromacris speciosa (Thunberg, 1824) (Orthoptera: Romaleidae) é conhecido popularmente como “gafanhoto soldado” apresentando cor verde brilhante com manchas amarelas e asas vermelhas alaranjadas, possuindo um tamanho médio de 20 a 30 mm para o macho e 35 a 50 mm para a fêmea.

C. speciosa é considerada como devastadora ocasional endêmica da América do Sul tendo como hábito alimentar as solanáceas, preferindo as seguintes plantas: Cestrum parqui, C. strigillatum, C. loretiziana, Lycium cestoides, Solanum agentinum e S. verbacifolium, além de compostas, leguminosas, mirtáceas e gramíneas, registrando estragos em batata inglesa, arroz, cana-deaçúcar, girassol, fumo e tomateiro. Alguns autores afirmam ainda que sua presença em gramíneas é apenas casual (LARA, 1992; HORA, 1995; GALLO et al., 2002). O aparelho reprodutor masculino dos insetos apresenta grande diversidade quanto à morfologia. Geralmente é constituído por um par de testículos dos quais partem os vasos deferentes, que desembocam na vesícula seminal e depois desta reúnem-se em um ducto único mediano, o ducto ejaculador (CHAPMAN, 1998).

É relatado para C. speciosa que a maturidade sexual se verifica aproximadamente 10 dias após a última ecdise, ocorrendo assim a primeira cópula (TURK & BARRERA, 1976). Na cópula, o gafanhoto macho adere ao dorso da fêmea introduzindo-lhe a peça copuladora na vagina, descarregando os espermatozóides (AZEVEDO & HENNING, 1983).

Vários estudos sobre a morfologia do aparelho reprodutor masculino e dos espermatozóides de alguns insetos têm contribuído para compreendermos a relação de afinidades entre os grupos (CRUZ-LANDIM et al., 1980; CRUZ-LANDIM & MORAES, 1980; BACCETTI, 1987; CARCUPINO et al., 1995). QUICKE et al. (1992) sugerem que em algumas ordens de insetos as variações morfológicas nas estruturas reprodutivas dos machos são suficientes para promover um estudo filogenético e taxonômico.

Segundo UVAROV (1966), as condições externas afetam a longevidade e o período de reprodução nos ortópteros. De acordo com BECK (1968), o fotoperíodo é um fator externo que induz ou interrompe a diapausa nos insetos. Já AMORIM & ADIS (1995) citaram que o fotoperíodo pode atuar como fator de controle (ecofator) no número de estádios ninfais de gafanhotos em ecossistemas tropicais, mesmo sendo situados perto do equador, devido a mudanças sazonais de insolação e/ou intensidade de luz durante o ano.

Estudando o efeito do fotoperíodo em gafanhotos adultos, TANAKA & SODOYAMA (1997) observaram que os insetos submetidos a fotoperíodo curto realizaram posturas tardias contendo ovos inférteis. Pesquisas indicaram ainda que gafanhotos adultos submetidos a essa condição mostram inativação das células neurossecretoras do cérebro interferindo na dinâmica hormonal, afetando a mudança de instares e o amadurecimento do aparelho reprodutor (SAUNDERS, 1976; OKUDA & TANAKA, 1996; ERGEN, 2001; SAUNDERS et al., 2004).

Assim, diante do exposto, a presente pesquisa teve por objetivo descrever histologicamente os órgãos do aparelho reprodutor masculino de C. speciosa (Thunberg, 1824), submetido a três fotoperíodos, além de realizar a morfometria da população celular dos folículos testiculares.

MATERIAL E MÉTODOS

Insetos adultos foram coletados no Município de Pombos, agreste de Pernambuco e levados para o Laboratório de Entomologia do Departamento de Biologia da UFRPE, paraa sua criação. Esses insetos foram mantidos em gaiolas teladas, contendo recipiente para postura e alimentados com folhas de jurubeba (Solanum paniculatum), trocadas a cada dois dias.

Para realização do experimento foram utilizadas 60 ninfas (30 machos e 30 fêmeas) no último estádio de desenvolvimento, sendo colocados 10 casais em gaiolas separadas e submetidos aos seguintes tratamentos: Tratamento I: 14h com luz/10h sem luz; Tratamento II: 10h com luz/14h sem luz; Tratamento III: 12h com luz/12h sem luz.

A temperatura e umidade foram registradas por meio de termômetro de bulbo seco e bulbo úmido (higrômetro). Foram feitas 3 aferições diárias onde as médias obtidas para a temperatura e umidade relativa foram de 30 ± 2º C e 72 ± 10%, respectivamente.

Os fotoperíodos foram obtidos por meio de uma modificação da técnica preconizada por AMORIM & ADIS (1995). Para isso, foi utilizada uma caixa de madeira, com dimensões de 180 cm x 60 cm x 120 cm, dividida em 3 compartimentos, cada um contendo lâmpadas (modelo luz do dia, 40W) que forneceram cerca de 400 Lux na região ocupada pelos insetos. Dentro desta caixa foram colocadas as gaiolas teladas com os insetos, onde foram submetidos aos respectivos tratamentos. O controle da luminosidade foi realizado por meio de um timer. A limpeza das gaiolas e a troca da alimentação dos insetos foram realizadas sempre que necessário e durante o dia.

Trinta dias após atingirem o estágio adulto foram coletados testículos, canais eferentes, canais deferentes, vesículas seminais, ducto ejaculador e glândulas acessórias. Para isso os insetos foram sedados com éter etílico e dissecados sob estereomicroscópio. Os fragmentos dos órgãos coletados foram fixados em Boüin alcoólico empregando a metodologia descrita por MICHALANY (1990) e processados para inclusão em “paraplast”. Em seguida, os blocos foram cortados em micrótomo do tipo Minot ajustado para 5 µm. Os cortes assim obtidos foram submetidos às técnicas de colorações pela Hematoxilina - Eosina (H-E) (para descrição dos órgãos e morfometria), tricrômico de Mallory (para identificação de tecido conjuntivo) e P.A.S. (Ácido Periódico de Schiff) (para investigar a natureza da secreção das glândulas acessórias), empregando-se a metodologia descrita por BEHMER et al. (1976), JUNQUEIRA & JUNQUEIRA (1983) e MICHALANY (1990). A análise histológica foi realizada utilizandose microscópio de luz e fotografados em fotomicroscópio.

Para análise morfométrica foram utilizados cinco testículos por tratamento, onde foram analisados cinco folículos testiculares em cada repetição. Em cada folículo testicular foram contados os pontos que incidiram sobre as seguintes células: espermatogônias, espermatócitos (primários e secundários), espermátides e espermatozóides. Este procedimento foi realizado utilizando-se uma ocular de 10X, contendo no seu interior um retículo micrométrico square (U-OCMSQ10/10) e uma objetiva de 40X (WEIBEL et al., 1966).

A análise estatística foi realizada através da Análise de Variância (ANOVA) utilizando o Proc ANOVA do SAS.

RESULTADOS E DISCUSSÃO

Analisando os testículos, canais eferentes, canais deferentes, vesículas seminais, ducto ejaculador e glândulas acessórias de C. speciosa, submetido a três diferentes fotoperíodos, no final do último instar, por 30 dias consecutivos, observou-se que as condições fotoperiódicas testadas não influenciaram na morfologia desses órgãos.

Os testículos apresentaram-se como uma massa única e oval envolvidos por uma cápsula de tecido conjuntivo, comprovado pela coloração do tricrômico de Mallory, associado a tecido gorduroso. Esse tecido conjuntivo emite septos separando cada folículo testicular (Figs. 1A e 1B).

Fig. 1
Testículo de C. speciosa. A - Observar vários folículos testiculares (setas). H.E. Barra = 250µm. B - Tecido conjuntivo revestindo folículo testicular (seta). Tricrômico de Mallory. . Barra = 100µm. C - Germário (G) e Zona de Crescimento (ZC) H.E. Barra = 25µm. D - Espermatócitos na subfase paquíteno (setas) H.E. Barra = 10µm. E - Espermátides (setas longas) e espermatozóides agrupados em feixes (setas curtas) H.E. Barra = 25µm. F - Corte transversal do canal eferente (seta) Tricrômico de Mallory. Barra = 25µm.

A espermatogênese ocorre da região distal para a proximal de cada folículo testicular, onde se observam nitidamente as seguintes regiões:

• Germário, constituído pelas células germinativas primordiais ou espermatogônias as quais apresentam-se unidas, com morfologia esférica, núcleo volumoso e cromatina condensada (Fig. 1C);

• Zona de crescimento, localizada após o germário, caracterizada pela presença de numerosos cistos de espermatogônias, em intensa atividade mitótica, separados por uma delgada membrana (Fig. 1C);

• Zona de divisão e redução, constituída por espermatócitos primários e secundários. Nesta região, são evidentes algumas fases da prófase I da meiose I nos espermatócitos primários (Fig. 1D);

• Zona de transformação, constituída por espermátides em vários estágios de desenvolvimento com morfologia variando de esférica a oval, além de numerosos espermatozóides agrupados em feixes (Fig. 1E).

Os canais eferentes emergem da porção final de cada folículo testicular, sendo constituído por uma camada de tecido epitelial simples cúbico apoiada em uma delgada camada de tecido conjuntivo (Fig. 1F).

Os canais deferentes ligam os testículos às vesículas seminais as quais são formadas por uma dilatação destes. A parede desses canais é formada por uma camada epitelial simples cúbico, apoiada em uma delgada camada de tecido conjuntivo e revestida externamente por uma espessa camada de tecido muscular estriado (Fig. 2A).

Fig. 2
A - Canal deferente revestido internamente por epitélio simples cúbico (seta). H.E. Barra = 25µm. B - Vesícula seminal: observar epitélio simples colunar (seta longa), espermatozóides na luz (*) e delgada camada de tecido muscular estriado (seta curta). H.E. Barra = 25µm. C - Visão geral do ducto ejaculador. H.E. Barra = 100µm. D - Parede do ducto ejaculador revestido por epitélio estratificado (EE), íntima (I) e tecido conjuntivo (seta). Tricrômicro de Mallory. Barra = 25µm. E - Glândula acessória com epitélio simples cúbico (seta). H.E. Barra = 25µm. F - Glândula acessória com presença de substância

As vesículas seminais também são revestidas por epitélio, porém este é do tipo simples colunar apoiado numa delgada camada de tecido conjuntivo e externamente apresenta uma fina camada de tecido muscular estriado (Fig. 2B).

O ducto ejaculador é constituído por epitélio do tipo estratificado colunar coberto por uma íntima na sua porção final. Abaixo desse epitélio observa-se tecido conjuntivo (Figs. 2C e 2D).

As glândulas acessórias são revestidas, de dentro para fora, por células epiteliais do tipo simples cúbico e externamente por uma camada bastante delicada de tecido muscular estriado associada a tecido conjuntivo. No interior desse órgão observou-se a presença de substância P.A.S. positiva (Figs. 2E e 2F).

Com relação a morfometria, verificou-se que os fotoperíodos testados também não afetaram quantitativamente a população celular, pois as médias não diferiram estatisticamente (P > 0,05) para as espermatogônias, espermatócitos (primário e secundário), espermátides e espermatozóides quantificados (Tabela 1).

De acordo com TAKEDA & SKOPIK (1997), SILVEIRA et al. (2002) e MACEDO et al. (2003) os insetos são influenciados por vários fatores ecológicos, entre eles o fotoperíodo, levando a mudanças comportamentais e podendo afetar o potencial reprodutivo atuando positiva ou negativamente sobre o número de indivíduos de uma população. Alguns autores relatam ainda que insetos machos quando mantidos em iluminação constante tem capacidade de fertilidade reduzida, sendo para algumas espécies, o último instar e a fase de pupa, os estágios mais sensíveis a esse fator (LUM & FLAHERTY, 1969; RIEMAN & RUDD, 1974; CYMBOROWSKI & GIEBULTOWICZ, 1976; HAGAN & BRADY, 1981; GIEBULTOWICZ et al., 1990; BEBAS & CYMBOROWSKI, 1999). De acordo com os resultados obtidos não houve influência dos fotoperíodos na maturidade sexual dos machos de C. speciosa, a qual segundo TURK & BARRERA (1976) ocorre aproximadamente 10 dias após a última ecdise, pois a análise histológica dos órgãos e morfometria da população de células dos folículos testiculares não revelaram alterações. Isto pode estar relacionado ao fato desses fotoperíodos não terem interferido na redução do ecdsônio, pois de acordo com SAUNDERS (1976), dependendo do fotoperíodo há uma inibição da liberação do hormônio protoracicotrópico impedindo a produção do ecdsônio pelas glândulas protorácicas.

A descrição histológica para esses órgãos, de um modo geral, está de acordo com as citações de vários autores (UVAROV, 1966; ROMOSER, 1973; BORROR et al., 1989; SNODGRASS, 1993; CHAPMAN, 1998; BUZZI & MIYAZAKI, 1999). Com relação à presença de tecido conjuntivo envolvendo os testículos, segundo UVAROV (1966), ROMOSER (1973) e BORROR et al. (1989) este tecido está relacionado com a membrana peritonial. No entanto, esse resultado não está de acordo com as informações de MARANHÃO (1978), que cita apenas a presença de tecido epitelial revestindo esses órgãos, formando assim a bainha epitelial. Já RICHARDS & DAVIES (1983) descrevem que os folículos testiculares são revestidos por uma camada de epitélio associada externamente com a membrana basal e logo abaixo uma camada de tecido conjuntivo.

Tabela 1
Médias (± erro padrão) da população celular dos folículos testiculares de C. speciosa submetido a diferentes fotoperíodos. Temperatura 30 ± 2° C e umidade relativa 72 ± 10 % (n = 5).

	Fotoperíodos
Tipos celulares	14L:10E	10L:14E	12L:12E	Estatística
Espermatogônias	14,60 ± 2,01	11,60 ± 1,94	9,80 ± 0,58	F2, 15= 2,35; p=0,1381
Espermatócitos (primário e	39,40 ± 4,23	38,80 ± 3,43	47,80 ± 4,60	F2, 15 =1,50; p=0,2628
secundário)
Espermátides	18,40 ± 2,82	15,80 ± 2,08	13,20 ± 1,59	F2, 15= 1,37; p=0,2920
Espermatozóides	179,60 ± 9,79	174,60 ±12,74	184,0 ± 15,0	F2, 15= 0,14; p=0,8731

Os ductos genitais têm importância não só no transporte de espermatozóides, mas no processo final de sua maturação e na garantia de sua sobrevivência no trato genital até o momento da cópula, além da sua transferência para a fêmea (FERNANDEZ & CRUZ-LANDIM, 2004).

A análise histoquímica da secreção das glândulas acessórias indica a presença de carboidratos, uma vez que se cora pelo P.A.S. Esse resultado está de acordo com os relatos de vários autores que citam as glicoproteínas como principal componente da secreção dessa glândula, onde as proteínas se organizam em grânulos e os carboidratos constitui a região amorfa (GILLOTT, 1995; SMID, 1998; FERNANDEZ & CRUZ-LANDIM, 2004).

AGRADECIMENTOS

Ao CNPq pela concessão de bolsa ao primeiro autor, possibilitando a realização deste trabalho.

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Datas de Publicação

• Publicação nesta coleção
  14 Jan 2022
• Data do Fascículo
  Jul-Sep 2006

Histórico

• Recebido
  10 Abr 2006
• Aceito
  08 Ago 2006